La transaminasa es una enzima importante en el cuerpo. La transaminasa cataliza la conversión mutua del grupo α-amino de los α-aminoácidos y el grupo α-ceto de los α-cetoácidos, produciendo así nuevos aminoácidos y nuevos cetoácidos. Esta acción se llama transaminación. Desempeña un papel importante en el metabolismo intermedio de las proteínas, como la síntesis y descomposición de azúcares, lípidos y proteínas.
Existen dos aminotransferasas más activas y ampliamente distribuidas en los animales: una es la aspartato aminotransferasa (GOT) y la otra es la glutámico oxalina aminotransferasa (GPT). Este experimento toma como ejemplo la alanina aminotransferasa. La reacción catalítica es la siguiente:
Terminal universal
Alanina+α-cetoglutarato glutamato+ácido pirúvico
37℃
Como puede Como se desprende de lo anterior, el producto final de esta reacción es el ácido pirúvico. La actividad de las transaminasas se puede conocer midiendo la producción de piruvato por unidad de tiempo.
El piruvato puede reaccionar con 2,4-dinitrofenilhidrazina para formar piruvato dinitrofenilhidrazona, que aparece de color marrón rojizo en solución alcalina. La profundidad del color puede reflejar la cantidad de piruvato producida dentro de un rango determinado. Comparándolo con una solución estándar de piruvato tratada de manera similar, se puede calcular el contenido de piruvato para determinar la actividad de la transaminasa.
Piruvato + 2,4-dinitrofenilhidracina piruvato-2,4-dinitrofenilhidrazona (marrón-rojo)
Este experimento se determinó mediante el método de King Unidad de actividad transaminasa (1): Cada mililitro de el suero reacciona con la matriz a 37°C durante 60 minutos para producir 1 unidad de piruvato.
Reactivos y equipamiento
Un reactivo
Solución tampón fosfato 1,1/1,5 mol/L:
Solución A: 1/ 15 mol /L de solución de hidrogenofosfato disódico: Pesar 9,47 g de hidrogenofosfato disódico (Na2HPO4) (o Na2HPO4) 9,47 g+02H2O23,87 g) y disolverlo en agua destilada, y ajustar el volumen a 1 000 ml.
Solución B: Solución de dihidrógenofosfato de potasio 1/1,5mol/L: Pesar 9,078g de dihidrógenofosfato de potasio (KH2PO4), disolverlo en agua destilada y ajustar el volumen a 1.000ml.
Tomar 825 ml de solución A y 175 ml de solución B y medir su pH para que sea 7,4, es decir, 1/15 mol/L de tampón fosfato con un pH de 7,4.
2. Solución de matriz de GPT: Pesar con precisión 29,2 mg de α-cetoglutarato y 1,78 g de DL-alanina, y disolverlos en 50 ml de tampón fosfato de 1/1,5 mol/L con un pH de 7,4, añadir 0,5 ml de 100 ml/L de solución de NaOH y ajustar el pH a 7,4.
Solución de 3,2,4-dinitrofenilhidrazina: Pese con precisión 20 mg de 2,4-dinitrofenilhidrazina, primero disuélvalos en 100 ml de ácido clorhídrico concentrado (se puede calentar para ayudar a disolver) y luego diluya con agua destilada hasta 100 ml ( el precipitado se puede filtrar) y se guarda en una botella marrón. (Nota: debe usar una mascarilla al preparar esta solución.
4. Solución estándar de piruvato (1 ml = 2 μmol de piruvato, es decir, 2 mmol/L): Pese con precisión 22 mg de piruvato de sodio en un matraz volumétrico de 100 ml. Diluya hasta la marca con solución tampón fosfato 1/15mol/L con pH 7,4. Esta solución debe estar recién preparada y no se puede almacenar.
Solución de hidróxido de sodio 5,0,4 mol/L: pesar 16g de óxido de sodio. , disolver en agua destilada y ajustar a 1.000 ml
Solución de hidróxido de sodio de 6,1 mol/L: Pesar 4 g de hidróxido de sodio, disolver en agua destilada y ajustar a 1.000 ml. 7. Suero 300ml
Segundo equipo
1. Baño María
2. Espectrofotómetro
Ejercicio
1. Haga una curva estándar: tome 6 tubos de ensayo y opere según la tabla.
Número de tubo de ensayo
Reactivo
1 2 3 4 5 6
Solución estándar de piruvato (ml)
Solución de matriz GPT (ml)
Tampón fosfato PH7.4 (ml)
0 0,05 0,1 0,15 0,2 0,25
0,5 0,45 0,4 0,35 0,3 0,25
0,1 0,1 0,1 0,1 0,1 0,1
Baño de agua a 37 ℃ durante 10 minutos.
Solución de 2,4-dinitrofenilhidrazina (ml)
Mantener la temperatura a 37°C durante 20 minutos.
Solución de hidróxido de sodio 0,4N (ml)
Bastante activa (número de unidad) Blanco 100 200 300 400 500
Después de mezclar, utilizar un espectrofotómetro para realizar mediciones colorimétricas se realizó a una longitud de onda de 520 nm, y la lectura de absorbancia de cada tubo de ensayo se leyó usando un ajuste de cero en blanco. Tome el valor unitario de actividad transaminasa correspondiente a cada tubo como abscisa y el valor de absorbancia como ordenada, y utilice papel cuadriculado para dibujar una curva estándar.
2. Medición de GPT: Tome 2 tubos de ensayo limpios y opere según la tabla.
Determinación del blanco de reactivo
Albúmina sérica (ml) 0,1 0,1
Solución de matriz de gramo platino (ml) - 0,5
Mezclar Homogeneizar , Baño de agua a 37 ℃ durante 60 minutos.
g Solución de matriz de platino (ml) 0,5 -
Solución de 2,4 dinitrofenilhidrazina (ml) 0,5 0,5
Mezclar uniformemente, baño de agua a 37 ℃ durante 20 minutos.
0,4 mol/L hidróxido de sodio (ml) 5,0 5,0
Mezclar bien, dejar reposar 5 minutos, utilizar un espectrofotómetro para realizar la medición colorimétrica a una longitud de onda de 520 nm y configurar el blanco es cero, lea el valor de absorbancia del tubo de medición.
Resultados experimentales
El valor de absorbancia medido se puede visualizar directamente en la curva estándar dibujada para conocer la unidad de actividad de la aminotransferasa a probar.
Cosas a tener en cuenta
1. Hay tres métodos para medir la actividad de las aminotransferasas séricas: el método de King, el método de Reitman-Frankel y el método de Mohun mejorado. Los principios, reactivos y métodos operativos de estos tres métodos, incluida la dosis de suero y reactivos y la temperatura de acción, son todos iguales. La diferencia es que el tiempo de acción de la enzima del método de King es de 60 minutos, y los otros dos. Los métodos son de 30 minutos. Por tanto, la definición de unidades activas es diferente.
2. La transaminasa sólo actúa sobre los aminoácidos de tipo L y no tiene capacidad catalítica sobre los aminoácidos de tipo D. En los experimentos se utilizaron aminoácidos mixtos de tipo DL. Si se utilizan aminoácidos de tipo L, la dosis es menos de la mitad que la de los aminoácidos de tipo DL.
3. Los instrumentos utilizados deben estar limpios y no deben contener precipitados proteicos, como ácidos, álcalis, Zn2+, Ca2+, Hg2+ y Ag+.
4. El suero no debe hemolizarse, porque hay una gran cantidad de transaminasas en las células sanguíneas. Las muestras deben medirse diariamente después de su recolección; de lo contrario, el suero debe separarse y almacenarse en el refrigerador.
5. La temperatura y el tiempo deben controlarse estrictamente y captarse con precisión, y el pH debe ser preciso para no afectar la actividad de la enzima.
Experimentos sobre los efectos de la catalasa y la peroxidasa
Principios originales
En los organismos, algunos metabolitos producen procesos nocivos para los organismos, que es el óxido de hidrógeno. resultado de la deshidrogenación aeróbica. La catalasa en los organismos vivos puede catalizar la descomposición del peróxido de hidrógeno en agua y oxígeno molecular, de modo que el peróxido de hidrógeno no se acumula en el cuerpo vivo. Por tanto, la catalasa protege el organismo.
La calasa es una enzima con porfirina férrica como grupo auxiliar y está ampliamente presente en tejidos animales y vegetales.
La peroxidasa también es una enzima con porfirina de hierro como grupo auxiliar. Puede catalizar el peróxido de hidrógeno para liberar nuevo oxígeno ecológico para oxidar algunos fenoles y aminas, como las que se oxidan en agua. naranja pirogálico (rojo anaranjado) que es insoluble en agua. El mecanismo es el siguiente:
E+H2O 2 E–H2O 2
E–H2O 2+H2O 2 E+2 H2O+O2
Reactivos y equipo
Un reactivo
Solución de peróxido de hidrógeno al 2%: Esta solución es susceptible a la fotodescomposición y debe prepararse fresca.
Solución de ácido pirogálico al 1%: 1g de ácido pirogálico, disolver en agua destilada y mezclar hasta 100ml. La solución es sencilla.
La oxidación debe estar recién preparada.
Hierro en polvo.
En segundo lugar, materiales
Hígado de cerdo fresco picado
Las patatas todavía tienen sangre.
Extracto de tallo de col china: Unos 5 g de tallo de col china, cortados en trozos pequeños, se ponen en un mortero, se añaden 15 ml de agua destilada, se trituran hasta obtener una pasta y se les da la vuelta.
Sacar el filtrado y reservar.
Ejercicio
1. El papel de la catalasa
Tomar 5 tubos de ensayo y operar según la siguiente tabla:
Tubo de ensayo 2 % H2O2 (ml) Quimo de hígado fresco (g) Quimo de hígado hervido (g) Patata cruda (g) Patata cocida (g) Hierro en polvo.
1 3 0,5 - - - -
2 3 - 0,5 - - -
3 3 - - 1 - -
4 3 - - - 1 -
53-un poquito
Después de añadir, observar si se desprenden burbujas, especialmente alrededor del quimo del hígado y de las patatas.
2. El papel de la peroxidasa
Tomar 4 tubos de ensayo y operar según la siguiente tabla:
Tubo de ensayo 1% Ácido pirogálico 2% H2O2 Repollo destilado Extracto de tallo Extracto de tallo de col hervido.
(ml)(gota)(ml)(ml)(ml)
1 2 2 2 - -
2 2 - - 2 -
p>
3 2 2 - 2 -
4 2 2 - - 2
Después de agitar, observe y registre el cambio de color y la precipitación de cada prueba. tubo.
Experimento 3: Inhibición de la succinato deshidrogenasa y malonato
Principio original
La succinato deshidrogenasa es una enzima importante en el ciclo de los ácidos tricarboxílicos. Las enzimas se pueden identificar inicialmente determinando si la enzima está presente en la célula.
¿El ácido tricarboxílico tiene una vía de reciclaje? La succinato deshidrogenasa puede deshidrogenar su sustrato y el hidrógeno generado finalmente puede transportarse a oxígeno a través de una serie de transportadores para producir agua. En ausencia de oxígeno, también puede presentar función deshidrogenasa. Por ejemplo, en el caso de hipoxia, la succinato deshidrogenasa del miocardio puede deshidrogenar el succinato en ácido fumárico, y el hidrógeno eliminado puede reducir el azul de metileno a blanco de metileno incoloro. De esta forma se puede revelar el papel de la succinato deshidrogenasa.
Ácido succínico + azul de metileno Fumarato de succinato deshidrogenasa + azul de metileno
La estructura química del ácido malónico es similar a la del ácido succínico. Compite con el succinato y se une a la succinato deshidrogenasa. Si la succinato deshidrogenasa se combina con el malonato, ya no puede catalizar la deshidrogenación del succinato. Esto se denomina inhibición competitiva. Si la concentración de ácido succínico aumenta relativamente, se puede aliviar el efecto inhibidor del malonato.
Reactivos y equipo
Un reactivo
Solución de succinato de sodio al 1,1,5%: Tomar 1,5 g de succinato de sodio, disolverlo en agua destilada y diluir a 100 ml. . Si no dispone de succinato de sodio, puede utilizar ácido succínico para preparar una solución acuosa y luego neutralizarla con una solución de hidróxido de sodio a un pH de 7 a 8.
Solución de malonato de sodio al 2,1%: Tomar 1g de malonato de sodio, disolverlo en agua destilada y diluir a 100ml.
Solución de azul de metileno al 3,0,02%.
Solución 4,1/15mol/LNa2HPO4: Tomar 11,88g de na 2 hpo 4·2h2o, disolverlos en agua destilada y diluir a 1.000 ml.
5. Parafina líquida.
Segundo equipo
1.Homogeneizador de vidrio.
2. Centrifugar.
Tres ingredientes
Corazón de cerdo fresco.
Ejercicio
1. Solución de preparación de corazón de cerdo: pesar 1,5~2,0g de corazón de cerdo fresco en un homogeneizador de vidrio, añadir el mismo volumen de arena de cuarzo y 3~4ml 1/15mol. /lna 2 hpo 4 solución, triture hasta obtener una suspensión, luego agregue 6 ~ 7 ml 1/65434.
2. Tomar 4 tubos de ensayo, numerarlos y operar según la siguiente tabla:
Tubo de ensayo solución de preparación de corazón 1,5% solución de succinato de sodio 1% solución de malonato de sodio agua destilada 0,02% solución de azul de metileno.
(Didi)(Didi)(Didi)(Didi)(Didi)(Didi)
1 5 5 - 10 2
2 5 (cocinar primero ) 5-10 2
3 5 5 5 5 2
4 5 10 5 5 2
3. Mezclar la solución uniformemente. Finalmente, agregar una capa fina. de parafina líquida (alrededor de 5 a 10 gotas) a cada tubo de ensayo. ¿Por qué?
4. Coloque cada tubo en un baño de agua a 37°C, observe el cambio de color de cada tubo en media hora, compare su velocidad y explique el motivo. Luego agite vigorosamente el primer tubo y observe los cambios y los motivos.
Experimento 4 Aislamiento de γ-globulina
Principios originales
Sales neutras (como sulfato de amonio, sulfato de sodio, cloruro de sodio, sulfato de magnesio, etc.) Afecta significativamente la solubilidad de las proteínas globulares. A medida que aumenta la concentración de sal neutra, también aumenta la fuerza iónica. Cuando la fuerza iónica de una solución aumenta hasta cierto valor, la solubilidad de las proteínas en la solución comienza a disminuir. Cuando la fuerza iónica aumenta a un nivel suficientemente alto, las proteínas pueden precipitar en soluciones acuosas, lo que se denomina salinidad. Varias proteínas tienen diferentes solubilidades, por lo que varias proteínas se pueden separar mediante precipitación con soluciones salinas de alta concentración de diferentes concentraciones.
Las proteínas son macromoléculas biológicas que no pueden atravesar membranas semipermeables. La diálisis utiliza esta propiedad para separarlo de otras moléculas pequeñas como las sales inorgánicas y los azúcares simples. Este experimento utiliza diálisis por desalinización, es decir, después de la sal, la solución de proteína que contiene una gran cantidad de sal se coloca en una bolsa de membrana semipermeable y luego la bolsa de diálisis se sumerge en agua destilada. Después de un tiempo, la concentración de sal en la bolsa disminuye gradualmente. Si el líquido fuera de la bolsa se reemplaza con frecuencia, las sales contenidas en la solución de proteína en la bolsa pueden eventualmente eliminarse, logrando así el propósito de la desalinización. La γ-globulina y la α, β-globulina en suero se pueden separar mediante sal fraccionada con diferentes concentraciones de sulfato de amonio y finalmente dializarse para obtener γ-globulina de alta pureza.
Reactivos y equipo
Un reactivo
1. pH 7,2, solución salina tamponada con fosfato (PBS para abreviar) 0,01mol/L: añadir 36,0ml 0,2mol/ L na 2 hpo 4 solución y 14,0 ml 0,2 mol/L nah 2 po 4 solución, añadir 8,5 g de NaCl y diluir a 1 con agua destilada.
2.2. Solución saturada de sulfato de amonio con pH 7,2: Utilice amoniaco concentrado para ajustar el valor de pH de 2000 ml de solución saturada de sulfato de amonio a 7,2.
3. Reactivo de Nessler:
Solución de almacenamiento del reactivo de Nessler: añadir 150 g de yoduro de potasio, 110 g de yodo, 50 g de mercurio y 100 ml de agua destilada en un matraz Erlenmeyer de 500 ml, agitar vigorosamente durante 7 ~ 15 min. , Hasta que cambie el color del yodo, la solución mezclada genera mucho calor. Remojar inmediatamente el matraz en agua fría y agitar. Hasta que el yodo marrón se convierta en una solución verde de yoduro de potasio y mercurio. Vierta el sobrenadante en una probeta graduada de 2000 ml y enjuague el sedimento de la botella con agua destilada varias veces. Vierta el líquido de lavado en la probeta medidora, agregue agua destilada hasta la marca de 2000 ml y mezcle uniformemente.
Solución de reactivo de Nessler: Tomar 700ml de hidróxido de sodio al 10%, 150ml de solución de almacenamiento de reactivo de Nessler y 150ml de agua destilada. Si está turbio tomar el sobrenadante al cabo de unos días y reservar. El pH de este reactivo es extremadamente importante. Este reactivo es necesario al titular con 20 ml de solución de ácido clorhídrico de 1 mol/l.
4. Reactivo de Biuret: Disolver 1,50 gramos de sulfato de cobre (CuSO4·5H2O) y 6,0 gramos de tartrato sódico potásico (Nakc406 4h20) en 500 ml de agua destilada. Añadir 300 ml de solución de hidróxido de sodio al 10 % mientras se agita, diluir a 1 litro con agua destilada, guardar en la pared interior y cubrir con parafina.
5. Solución concentrada de sacarosa: solución saturada de sacarosa.
Hidróxido de sodio al 6,10%: Disolver 10g de hidróxido de sodio en agua destilada y ajustar el volumen a 100ml.
Segundo equipo
1. Bolsa de diálisis.
2. Agitador magnético.
3.
Tres materiales
Suero de conejo
Ejercicio
Salción
1. Tome 1 tubo de centrífuga y agregue. 2ml de suero, luego agregar una cantidad igual de PBS para diluir el suero, agitar bien, luego agregar gradualmente 2ml de solución saturada de sulfato de amonio con pH 7.2 (equivalente a 33% de sulfato de amonio saturado), agitar bien mientras agrega, luego dejar reposar durante media hora, centrifugar (3000 r/min) durante 20 minutos y verter el sobrenadante (que contiene principalmente albúmina).
2. Agite con 1 ml de PBS para disolver el sedimento en el fondo del tubo de centrífuga y luego agregue gota a gota 0,5 ml de solución saturada de sulfato de amonio. Agitar bien y dejar reposar durante media hora, centrifugar (3000 r/min) durante 20 minutos, verter el sobrenadante (que contiene principalmente α, β globulina) y el precipitado es la γ-globulina previamente purificada. Si desea obtener gammaglobulina más pura, puede repetir el proceso de salazón. 36860. 68868886861
3. Suspender la γ-globulina extraída en 1 ml de PBS.
Desalación y concentración de diálisis
1. Poner la gammaglobulina obtenida mediante salazón en la bolsa de diálisis, atar la parte superior con una cuerda y colgarla en un vaso de precipitados de 100 ml con un vaso. varilla, de modo que la mitad inferior de la bolsa de diálisis quede sumergida en el agua.
2. Colocar el vaso en el agitador magnético y remover durante más de 1 hora (cambiar el agua 1 a 2 veces a la mitad), y luego retirar la bolsa de diálisis. Desate con cuidado el hilo, succiona el líquido de la bolsa, utiliza el reactivo de biuret para comprobar la proteína dentro y fuera de la bolsa, utiliza el reactivo de Nessler para comprobar los iones de amonio (NH4+) en el líquido dentro y fuera de la bolsa y observa la diálisis. efecto desalinizador.
3. La solución de gammaglobulina obtenida después de la desalación se puede concentrar aún más, es decir, introducir en una bolsa de diálisis y suspenderla en un vaso pequeño que contenga 10 ml de solución concentrada de sacarosa o polietilenglicol durante más de 1 hora. y observe el cambio en el volumen de líquido en la bolsa.
Experimento 5 Determinación del contenido de gammaglobulina (análisis fotométrico)
Principio original
El método biuret es un método de análisis fotométrico de proteínas que utiliza la prueba de biuret Se utiliza para determinar el contenido de proteínas. Debido a que las proteínas contienen más de dos enlaces peptídicos, se utiliza la prueba de biuret. En solución alcalina, la proteína y el Cu2+ forman un complejo rojo púrpura, cuyo color es proporcional a la concentración de la proteína y no tiene nada que ver con el peso molecular y la composición de aminoácidos de la proteína. Bajo ciertas condiciones experimentales, la solución de muestra desconocida reacciona con la solución de proteína estándar al mismo tiempo y el estándar puede pasar a 540 ~ 560 nm.
Reactivos y equipo
Un reactivo
1. Solución estándar de caseína (5 mg/ml): Preparado con solución de NaOH 0,05 mol/L: 5 g de caseína Añadir proteína y solución de NaOH de 0,05 mol/l hasta 1000 ml.
2. Reactivo de Biuret: Disolver 1,5 g de sulfato de cobre (CuSO4 5h2o) y 6,0 g de tartrato de potasio y sodio (nakc4h4o6 4h2o) en 500 ml de agua destilada, añadir 300 ml de solución de NaOH al 10 % con agitación y utilizar agua destilada. a 1L y guardar en un frasco con parafina en su interior.
3. Solución de proteína desconocida: solución de gammaglobulina.
Segundo equipo
Espectrofotómetro
Ejercicio
1. Dibuje una curva estándar: tome 6 tubos de ensayo y opere según la tabla.
Reactivo 1 2 3 4 5 6
Solución estándar de caseína (ml) 0 0.40.8 1.21.62.0
Agua destilada (ml) 2 1.6 1.2 0.8 0,4 0
Reactivo de Biuret (ml) 4 4 4 4 4 4
Dejar a temperatura ambiente (15~25°C) durante 30 minutos y medir a 540 nm con un espectrofotómetro. Con la densidad óptica como ordenada y el contenido de caseína como abscisa, utilice papel cuadriculado para dibujar una curva estándar.
2. Determinación de la concentración de solución de gammaglobulina: Tomar 3 tubos de ensayo y operar según la tabla.
Medición del blanco de reactivo tubo 1 y determinación 2
Solución de gammaglobulina (ml)-1 1
Agua destilada (ml) 2 1 1
Reactivo de Biuret (ml) 4 4 4
Agitar bien, dejar reposar 30 minutos y medir la densidad óptica a 540 nm.
Resultados experimentales
Después de calcular la densidad óptica de la solución de proteína a analizar, encuentre la concentración de proteína a partir de la curva estándar y calcule el contenido de proteína por mililitro de la solución de proteína según sobre el factor de dilución.
Experimento 6 Cromatografía en columna de gel (purificación de γ-globulina)
Principio original
Cromatografía en gel, también conocida como filtración en gel, filtración por tamiz molecular, permeación en gel cromatografía (GPC), etc. Es una tecnología de cromatografía desarrollada en la década de 1960. Su principio básico es utilizar los diferentes tamaños moleculares de las sustancias a separar y las características de la fase estacionaria del tamiz molecular (gel) para separar los componentes de las sustancias a separar según sus tamaños moleculares.
El gel es una estructura de red tridimensional compuesta de partículas coloidales. Cuando la malla se llena de agua, el gel se expande hasta alcanzar un estado suave, elástico y semisólido. La red de gel sintético se distribuye uniformemente sobre las partículas de gel como una red que pueden atravesar sustancias más pequeñas que la red, pero los materiales más grandes que la red no pueden pasar, por lo que se llama "tamiz molecular". La razón por la cual el gel puede separar sustancias con diferentes moléculas es que cuando los componentes de la sustancia separada pasan a través del gel, las moléculas más pequeñas que la malla de la pantalla penetrarán completamente en la pantalla del gel y se moverán a lo largo del gel con el movimiento de la fase móvil. El canal de la pantalla de gel se mueve, sale de la pantalla de una partícula y luego ingresa a la pantalla de otra partícula. Este ciclo continúa hasta que fluye a través de toda la columna de gel. De esta manera, el recorrido del flujo es largo y la resistencia. es grande y el caudal es lento; más grande que la pantalla Las moléculas en la red están completamente bloqueadas por la pantalla y no pueden ingresar a la red de gel. Solo pueden fluir a lo largo del espacio entre las partículas de gel y la fase móvil. es corto, la resistencia es pequeña y el caudal es rápido. Sale de la columna cromatográfica antes de que las moléculas pequeñas finalmente salgan. Las moléculas de sustancias con tamaños moleculares entre aquellas que no pueden entrar completamente en el tamiz de gel o que no pueden penetrar completamente el tamiz de gel salen del medio, lo que permite que las sustancias separadas se separen según su tamaño molecular.
Los geles utilizados en la cromatografía en gel son todos productos sintéticos, entre los que se incluyen principalmente dextrano reticulado (nombre comercial Sephadex), agarosa (nombre comercial Sepharose), gel de poliacrilamida (nombre comercial Bio-gel), finas perlas de vidrio. de un determinado tamaño de malla, etc.